Gelelektrophorese

Die elektrophoretische Trennung wird durch die im Gel vorhanden Poren erreicht, die wie ein Sieb wirken und deren Größe die Wanderungsgeschwindigkeit der im Gel befindlichen Moleküle bestimmen. Die Porengröße des Gels wird durch die Konzentration der Gelgrundlage (z.B. Agarose) festgelegt.

Da die DNA negativ geladen ist, wandert sie stets zur Anode. Die Wanderungsgeschwindigkeit ist von der Länge und der Konformität der DNA abhängig. Kurze DNA-Fragmente wandern schneller als lange und Supercoiled-DNA schneller als lineare oder zirkuläre DNA. Die kürzesten Stränge wandern im Gel am weitesten in Richtung Anode. Als Referenz lässt man einen Marker aus DNA-Molekülen mitlaufen, deren Länge man kennt.

DNA/RNA Fragmente sind nativ nicht sichtbar und werden deshalb mit Ethidiumbromid oder Megafluor angefärbt. Die Färbung erzeugt die typischen sichtbaren "Banden" im Trägermedium.

Proteine werden als Zwitterionen mit zusätzlichen Ladungen durch ein Detergens wie Natriumdodecylsulfat (SDS) beladen, damit man eine Auftrennung nach Molekülmasse erreicht (SDS-PAGE).

Als Trägermedien werden bei der Gelelektrophorese Agarose oder Polyacrylamid eingesetzt. Diese Stoffe bilden im Gelverbund ein engmaschiges Netz, das die zu trennenden Moleküle bei ihrer Wanderung im elektrischen Feld behindert.

Sie sind relativ großporig. Die Größe der Poren lässt sich durch die Agarosekonzentration steuern. 1%ige Gele weisen Porengrößen um 150 nm, 0,15%ige Gele Porengrößen um 500 nm auf. Sie eignen sich gut zur Auftrennung von DNA und größeren Proteinmolekülen.

siehe auch: Agarose-Gelelektrophorese

Sie besitzen deutlich kleinere Poren zwischen 3 und 6 nm. Auch hier lässt sich die Porengröße in bestimmten Dimensionen über die Konzentration, sowie über den Vernetzungsgrad steuern. Aufgrund dieser Eigenschaften kommt die Polyacrylamid-Gelelektrophorese bei der Auftrennung von kleineren Proteinmolekülen zum Einsatz.